Медицинская радиология и радиационная безопасность. 2023. Том 68. № 5
DOI: 10.33266/1024-6177-2023-68-5-5-10
С.А. Абдуллаев1, 4, Д.В. Салеева1, М.В. Душенко1, 2,
Н.Ф. Раева1, А.И. Абдуллаева1, Г.Д. Засухина1, 3, А.Н. Осипов1, 2
ЗАЩИТНЫЕ СВОЙСТВА СОЕДИНЕНИЯ АИКАР IN VIVO
ПРИ РАДИАЦИОННОМ ВОЗДЕЙСТВИИ
1 Федеральный медицинский биофизический центр им. А.И. Бурназяна ФМБА России, Москва
2 Федеральный исследовательский центр химической физики им. Н.Н. Семенова РАН, Москва
3 Институт общей генетики имени Н.И. Вавилова РАН, Москва
4 Институт теоретической и экспериментальной биофизики РАН, Пущино
Контактное лицо: Серажутдин Абдуллаевич Абдуллаев, e-mail: Этот адрес электронной почты защищен от спам-ботов. У вас должен быть включен JavaScript для просмотра.
РЕФЕРАТ
Цель: Исследовать влияние 5-аминоимидазол-4-карбоксамид-рибозы (АИКАР) на выживаемость и на долю полихроматофильных эритроцитов (ПХЭ) костного мозга с микроядрами (МЯ) облученных мышей, а также на пострадиационную экскрецию с мочой внеклеточной ядерной ДНК (вк-яДНК) и митохондриальной ДНК (вк-мтДНК) у крыс.
Материал и методы: В исследовании использовались самцы мышей линии Balb/c 2-х месячного возраста и самцы крыс линии Fisher-344 3-месячного возраста. Для определения выживаемости мышей облучение рентгеновским излучением проводили в дозе 8 Гр, а для анализа доли ПХЭ с МЯ в клетках костного мозга ‒ в дозе 2 Гр. Крыс подвергали облучению рентгеновским излучением в дозе 5 Гр. АИКАР вводили животным внутрибрюшинно 400 мг/кг на вес тела. Препарат вводили за 30 мин до и через 20 мин после облучения животных. Анализы содержания фрагментов вк-мтДНК и вк-яДНК проводили методом ПЦР в режиме реального времени.
Результаты: Результаты исследования показали, что введение АИКАР вызывает статистически значимое повышение выживаемости облученных животных. Наибольший эффект регистрировался в группе мышей, получавших АИКАР через 20 мин после их облучения в летальной дозе. Введение АИКАР до облучения снижает долю ПХЭ с МЯ на 30 %, а после облучения – на 70 % по сравнению с контролем. АИКАР способствовал усиленной экскреции с мочой фрагментов вк-яДНК и вк-мтДНК у крыс после облучения.
Заключение: Результаты исследований показывают, что соединение АИКАР действует как радиомитигаторный эффектор и способствует активной экскреции ДНК поврежденных клеток из тканей животных в пострадиационный период.
Ключевые слова: рентгеновское излучение, соединение АИКАР, выживаемость, микроядра, внеклеточная ДНК в моче, крысы, мыши
Для цитирования: Абдуллаев С.А., Салеева Д.В., Душенко М.В., Раева Н.Ф., Абдуллаева А.И., Засухина Г.Д., Осипов А.Н.Защитные свойства соединения аикар in vivo при радиационном воздействии // Медицинская радиология и радиационная
безопасность. 2023. Т. 68. № 5. С. 5–10. DOI:10.33266/1024-6177-2023-68-5-5-10
Список литературы
1. Jackson S.P., Bartek J. The DNA-Damage Response in Human Biology and Disease. Nature. 2009;461;7267:1071-1078. doi: 10.1038/nature08467.
2. Iyama T., Wilson D.M., 3rd. DNA Repair Mechanisms in Dividing and Non-Dividing Cells. DNA Repair (Amst). 2013;12;8:620-636. doi: 10.1016/j.dnarep.2013.04.015.
3. Wan G., Liu Y., Han C., Zhang X., Lu X. Noncoding RNAs in DNA Repair and Genome Integrity. Antioxid Redox Signal. 2014;20;4:655-677. doi: 10.1089/ars.2013.5514.
4. Clapier C.R., Cairns B.R. The Biology of Chromatin Remodeling Complexes. Annu. Rev. Biochem. 2009;78:273-304. doi: 10.1146/annurev.biochem.77.062706.153223.
5. House N.C., Koch M.R., Freudenreich C.H. Chromatin Modifications and DNA Repair: Beyond Double-Strand Breaks. Front. Genet. 2014;5:296. doi: 10.3389/fgene.2014.00296.
6. Christmann M., Kaina B. Transcriptional Regulation of Human DNA Repair Genes Following Genotoxic Stress: Trigger Mechanisms, Inducible Responses and Genotoxic Adaptation. Nucleic Acids Res. 2013;41;18:8403-8420. doi: 10.1093/nar/gkt635.
7. Ding L.H., Shingyoji M., Chen F., Hwang J.J., Burma S., Lee C., et al. Gene Expression Profiles of Normal Human Fibroblasts after Exposure to Ionizing Radiation: A Comparative Study of Low and High Doses. Radiat. Res. 2005;164;1:17-26. doi: 10.1667/rr3354.
8. Finn K., Lowndes N.F., Grenon M. Eukaryotic DNA Damage Checkpoint Activation in Response to Double-Strand Breaks. Cell. Mol. Life Sci. 2012;69;9:1447-1473. doi: 10.1007/s00018-011-0875-3.
9. Lim S., Kaldis P. Cdks, Cyclins and CKIs: Roles Beyond Cell Cycle Regulation. Development. 2013;140;15:3079-3093. doi: 10.1242/dev.091744.
10. Nosel I., Vaurijoux A., Barquinero J.F., Gruel G. Characterization of Gene Expression Profiles at Low and Very Low Doses of Ionizing Radiation. DNA Repair (Amst). 2013;12;7:508-517. doi: 10.1016/j.dnarep.2013.04.021.
11. Bonner W.M., Redon C.E., Dickey J.S., Nakamura A.J., Sedelnikova O.A., Solier S., et al. GammaH2AX and Cancer. Nat. Rev. Cancer. 2008;8;12:957-967. doi: 10.1038/nrc2523.
12. Hoeijmakers J.H. DNA Damage, Aging, and Cancer. N. Engl. J. Med. 2009;361;15:1475-1485. doi: 10.1056/NEJMra0804615.
13. Caldecott K.W. Protein ADP-Ribosylation and the Cellular Response to DNA Strand Breaks. DNA Repair (Amst). 2014;19:108-113. doi: 10.1016/j.dnarep.2014.03.021.
14. Andrabi S.A., Umanah G.K., Chang C., Stevens D.A., Karuppagounder S.S., Gagne J.P., et al. Poly(ADP-ribose) Polymerase-Dependent Energy Depletion Occurs Through Inhibition of Glycolysis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2014;111;28:10209-10214. doi: 10.1073/pnas.1405158111.
15. David K.K., Andrabi S.A., Dawson T.M., Dawson V.L. Parthanatos, a Messenger of Death. Front. Biosci. (Landmark Ed). 2009;14;3:1116-1128. doi: 10.2741/3297.
16. Газиев А.И. пути сохранения целостности митохондриальной днк и функций митохондрий в клетках, подвергшихся воздействию ионизирующей радиации // Радиационная биология. Радиоэкология. 2013. Т.53, № 2. С. 117-136. doi: 10.7868/s0869803113020045. [Gaziev A.I. Pathways for Maintenance of Mitochondrial DNA Integrity and Mitochondrial Functions in Cells Exposed to Ionizing Radiation. Radiatsionnaya Biologiya. Radioekologiya = Radiation Biology. Radioecology. 2013;53;2:117-136. doi: 10.7868/s0869803113020045. (In Russ.)].
17. Hardie D.G. AMP-Activated Protein Kinase: Maintaining Energy Homeostasis at the Cellular and Whole-Body Levels. Annu. Rev. Nutr. 2014;34:31-55. doi: 10.1146/annurev-nutr-071812-161148.
18. Oakhill J.S., Steel R., Chen Z.P., Scott J.W., Ling N., Tam S., et al. AMPK Is a Direct Adenylate Charge-Regulated Protein Kinase. Science. 2011;332;6036:1433-1435. doi: 10.1126/science.1200094.
19. Wang Z., Liu P., Chen Q., Deng S., Liu X., Situ H., et al. Targeting AMPK Signaling Pathway to Overcome Drug Resistance for Cancer Therapy. Curr. Drug. Targets. 2016;17;8:853-864. doi: 10.2174/1389450116666150316223655.
20. Kim H.J., Kim Y.J., Seong J.K. AMP-Activated Protein Kinase Activation in Skeletal Muscle Modulates Exercise-Induced Uncoupled Protein 1 Expression in Brown Adipocyte in Mouse Model. J. Physiol. 2022;600;10:2359-2376. doi: 10.1113/JP282999.
21. Si W., Xie Y., Dong J., Wang C., Zhang F., Yue J., et al. AMPK Activation Enhances Neutrophil’s Fungicidal Activity in Vitro and Improves the Clinical Outcome of Fusarium Solani Keratitis in Vivo. Curr. Eye Res. 2022;47;8:1131-1143. doi: 10.1080/02713683.2022.2078494.
22. Tripathi V., Jaiswal P., Assaiya A., Kumar J., Parmar H.S. Anti-Cancer Effects of 5-Aminoimidazole-4-Carboxamide-1-beta-D-Ribofuranoside (AICAR) on Triple-negative Breast Cancer (TNBC) Cells: Mitochondrial Modulation as an Underlying Mechanism. Curr. Cancer Drug. Targets. 2022;22;3:245-256. doi: 10.2174/1568009622666220207101212.
23. Wu Y., Duan X., Gao Z., Yang N., Xue F. AICAR Attenuates Postoperative Abdominal Adhesion Formation by Inhibiting Oxidative Stress and Promoting Mesothelial Cell Repair. PLoS One. 2022;17;9:e0272928. doi: 10.1371/journal.pone.0272928.
24. Schmid W. The Micronucleus Test. Mutat. Res. 1975;31;1:9-15. doi: 10.1016/0165-1161(75)90058-8.
25. Visnjic D., Lalic H., Dembitz V., Tomic B., Smoljo T. AICAr, a Widely Used AMPK Activator with Important AMPK-Independent Effects: A Systematic Review. Cells. 2021;10;5. doi: 10.3390/cells10051095.
26. Kobashigawa S., Kashino G., Suzuki K., Yamashita S., Mori H. Ionizing Radiation-Induced Cell Death is Partly Caused by Increase of Mitochondrial Reactive Oxygen Species in Normal Human Fibroblast Cells. Radiat. Res. 2015;183;4:455-464. doi: 10.1667/RR13772.1.
27. Zhang B., Davidson M.M., Zhou H., Wang C., Walker W.F., Hei T.K. Cytoplasmic Irradiation Results in Mitochondrial Dysfunction and DRP1-Dependent Mitochondrial Fission. Cancer Res. 2013;73;22:6700-6710. doi: 10.1158/0008-5472.CAN-13-1411.
28. Azzam E.I., Jay-Gerin J.P., Pain D. Ionizing Radiation-Induced Metabolic Oxidative Stress and Prolonged Cell Injury. Cancer Lett. 2012;327;1-2:48-60. doi: 10.1016/j.canlet.2011.12.012.
29. Kawashima H., Ozawa Y., Toda E., Homma K., Osada H., Narimat-
su T., et al. Neuroprotective and Vision-Protective Effect of Preserving ATP Levels by AMPK Activator. FASEB J. 2020;34;4:5016-5026. doi: 10.1096/fj.201902387RR.
30. Habib S.L., Yadav A., Kidane D., Weiss R.H., Liang S. Novel Protective Mechanism of Reducing Renal Cell Damage in Diabetes: Activation AMPK by AICAR Increased NRF2/OGG1 Proteins and Reduced Oxidative DNA Damage. Cell. Cycle. 2016;15;22:3048-3059. doi: 10.1080/15384101.2016.1231259
31. Krishnan U.A., Viswanathan P., Venkataraman A.C. AMPK Activation by AICAR Reduces Diet Induced Fatty Liver in C57BL/6 Mice. Tissue Cell. 2023;82:102054. doi: 10.1016/j.tice.2023.102054.
32. Pyla R., Hartney T.J., Segar L. AICAR Promotes Endothelium-Independent Vasorelaxation by Activating AMP-Activated Protein Kinase Via Increased ZMP and Decreased ATP/ADP Ratio in Aortic Smooth Muscle. J. Basic. Clin. Physiol. Pharmacol. 2022;33;6:759-768. doi: 10.1515/jbcpp-2021-0308.
33. Sanli T., Steinberg G.R., Singh G., Tsakiridis T. AMP-Activated Protein Kinase (AMPK) Beyond Metabolism: A Novel Genomic Stress Sensor Participating in the DNA Damage Response Pathway. Cancer Biol. Ther. 2014;15;2:156-169. doi: 10.4161/cbt.26726.
34. Hinkle J.S., Rivera C.N., Vaughan R.A. AICAR Stimulates Mitochondrial Biogenesis and BCAA Catabolic Enzyme Expression in C2C12 Myotubes. Biochimie. 2022;195:77-85. doi: 10.1016/j.biochi.2021.11.004.
35. Dombi E., Mortiboys H., Poulton J. Modulating Mitophagy in Mitochondrial Disease. Curr. Med. Chem. 2018;25;40:5597-5612. doi: 10.2174/0929867324666170616101741.
36. Yamano K., Matsuda N., Tanaka K. The Ubiquitin Signal and Autophagy: an Orchestrated Dance Leading to Mitochondrial Degradation. EMBO Rep. 2016;17;3:300-316. doi: 10.15252/embr.201541486.
37. Tripathi A., Scaini G., Barichello T., Quevedo J., Pillai A. Mitophagy in Depression: Pathophysiology and Treatment Targets. Mitochondrion. 2021;61:1-10. doi: 10.1016/j.mito.2021.08.016.
PDF (RUS) Полная версия статьи
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Финансирование. Работа выполнена по теме ФГБУ ГНЦ ФМБЦ им. А.И. Бурназяна «Технология-3» (госзадание №123011300105-3).
Участие авторов. Cтатья подготовлена с равным участием авторов.
Поступила: 20.04.2023. Принята к публикации: 27.05.2023.