Медицинская радиология и радиационная безопасность. 2024. Том 69. № 5
DOI:10.33266/1024-6177-2024-69-5-66-74
Е.А. Кодинцева1, А.А. Аклеев2
ПЕРСПЕКТИВЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ ПРОЛИФЕРАТИВНОГО ПОТЕНЦИАЛА СУБПОПУЛЯЦИЙ ЛИМФОЦИТОВ ПЕРИФЕРИЧЕСКОЙ КРОВИ ЧЕЛОВЕКА В РАДИАЦИОННОЙ МЕДИЦИНЕ
1 Уральский научно-практический центр радиационной медицины ФМБА России, Челябинск
2 Южно-Уральский государственный медицинский университет Минздрава России, Челябинск
Контактное лицо: Екатерина Александровна Кодинцева, e-mail: This email address is being protected from spambots. You need JavaScript enabled to view it.
СОДЕРЖАНИЕ
Введение
1. Пролиферация лимфоцитов периферической крови как интегративный показатель функциональной активности ИКК в норме и при патологических состояниях.
2. Особенности пролиферативной активности лимфоцитов периферической крови при действии ИИ.
3. Методические подходы к количественному определению пролиферирующих клеток в субпопуляциях лимфоцитов периферической крови человека.
Заключение
Ключевые слова: хроническое радиационное воздействие, река Теча, лимфоциты периферической крови, пролиферативная активность, индивидуальная радиочувствительность, отдаленные эффекты облучения
Для цитирования: Кодинцева Е.А., Аклеев А.А. Перспективы и методы исследования пролиферативного потенциала субпопуляций лимфоцитов периферической крови человека в радиационной медицине // Медицинская радиология и радиационная безопасность. 2024. Т. 69. № 5. С. 66–74. DOI:10.33266/1024-6177-2024-69-5-66-74
Список литературы
1. Аклеев А.А. Иммунный статус человека в отдаленном периоде хронического радиационного воздействия // Медицинская радиология и радиационная безопасность. 2020. Т.65. №4. С. 29-35. DOI: 10.12737/1024-6177-2020-65-4-29-35
2. Аклеев А.В., Варфоломеева Т.А. Состояние гемопоэза у жителей прибрежных сел реки Течи // Последствия радиоактивного загрязнения реки Течи / Под ред. А.В.Аклеева. Челябинск: Книга, 2016. С. 166-194. DOI: 10.7868/ S0869803117020060.
3. Крестинина Л.Ю., Силкин С.С., Микрюкова Л.Д., Епифанова С.Б., Аклеев А.В. Риск заболеваемости солидными злокачественными новообразованиями в Уральской когорте аварийно-облученного населения: 1956–2017 // Радиационная гигиена. 2020. Т.13. №3. С. 6-17. DOI: 10.21514/1998-426X-2020-13-3-6-17.
4. Boulton F. Ionising Radiation and Childhood Leukaemia Revisited // Medicine, Conflict, and Survival. 2019 V.35. No.2. P.144-170. DOI: 10.1080/13623699.2019.1571684.
5. Grant EJ, Brenner A, Sugiyama H, Sakata R, Sadakane A, Utada M, Cahoon EK, Milder CM, Soda M, Cullings HM, Preston DL, Mabuchi K, Ozasa K. Solid Cancer Incidence among the Life Span Study of Atomic Bomb Survivors: 1958-2009. Radiation Research. 2017. V.187. No.5. P.513-537. DOI: 10.1667/RR14492.1.
6. Иванов В.К., Кащеев В.В., Чекин С.Ю., Максютов М.А., Туманов К.А., Кочергина Е.В., Лашкова О.Е., Меняйло А.Н., Карпенко С.В., Ловачёв С.С., Корело А.М., Власов О.К., Щукина Н.В., Иванов С.А., Каприн А.Д. Оценка радиационных рисков злокачественных новообразований среди населения регионов России, загрязнённых радионуклидами вследствие аварии на Чернобыльской АЭС // Радиация и риск. 2021. Т.30. №1. С. 131-146. DOI: 10.21870/0131-3878-2021-30-1-131-146.
7. Zhuntova GV, Azizova TV, Grigoryeva ES. Risk of Stomach Cancer Incidence in a Cohort of Mayak PA Workers Occupationally Exposed to Ionizing Radiation. PLoS ONE 2020. V.15. No.4. e0231531. Available at: https://journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0231531 (Accessed 30 April 2024). DOI: 10.1371/journal.pone.0231531.
8. Крестинина Л.Ю., Силкин С.С., Дегтева М.О., Аклеев А.В. Риск смерти от болезней системы кровообращения в Уральской когорте аварийно-облученного населения за 1950-2015 годы // Радиационная гигиена. 2019. Т.12. №1. С. 52-61. DOI: 10.21514/1998-426X-2019-12-1-52-61.
9. Tang FR, Loganovsky K. Low Dose or Low Dose Rate Ionizing Radiation-Induced Health Effect in the Human. Journal of Environmental Radioactivity. 2018. V.192. P.32-47. DOI: 10.1016/j.jenvrad.2018.05.018.
10. Sources, Effects and Risks of Ionizing Radiation. United Nations Scientific Committee on the Effects of Atomic Radiation UNSCEAR 2020/2021. Report to the General Assembly, with Scientific Annexes. New York, United Nations, 2021. 244 р.
11. Al Fares E, Sanikidze T, Kalmakhelidze S, Topuria D, Mansi L, Kitson S, Molazadeh M. The Alleviating Effect of Herniarin Against Ionizing Radiation-Induced Genotoxicity and Cytotoxicity in Human Peripheral Blood Lymphocytes. Current Radiopharmaceuticals. 2022. V.15. No.2. P.141-147. DOI: 10.2174/1874471014666211012104808.
12. Lumniczky K, Impens N, Armengol G, Candéias S, Georgakilas AG, Hornhardt S, Martin OA, Rödel F, Schaue D. Low Dose Ionizing Radiation Effects on the Immune System. Environment International. 2021. No.149. P.106212. Available at: https:// www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/S0265931X1830362X?via%3Dihub (Accessed 30 April 2024). DOI: 10.1016/j.envint.2020.106212.
13. Beauford SS, Kumari A, Garnett-Benson C. Ionizing Radiation Modulates the Phenotype and Function of Human CD4+ Induced Regulatory T Cells. BMC Immunology. 2020. No.21. P.18. Available at: https://bmcimmunol.biomedcentral.com/articles/10.1186/s12865-020-00349-w#article-info (Accessed 30 April 2024). DOI: 10.1186/s12865-020-00349-w.
14. Burrack AL, Martinov T, Fife BT. T Cell-Mediated Beta Cell Destruction: Autoimmunity and Alloimmunity in the Context of Type 1 Diabetes. Frontiers in Endocrinology. 2017. No.8. P.43. Available at: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC5723426/ (Accessed 30 April 2024). DOI: 10.3389/fendo.2017.00343.
15. Манина И. В., Сергеев В.Ю., Голубцова Н. В., Сергеев А.Ю. Модификация реакции бласттрансформации лимфоцитов для применения в аллергологической практике // Российский биотерапевтический журнал. 2018. Т.17. №2. С. 88-92. DOI: 10.17650/1726-9784-2018-17-2-88-92.
16. Moro-García MA, Mayo JC, Sainz RM, Alonso-Arias R. Influence of Inflammation in the Process of T Lymphocyte Differentiation: Proliferative, Metabolic, and Oxidative Changes. Frontiers in Immunology. 2018. No.9. P.339. Available at: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC5839096/ (Accessed 30 April 2024). DOI: 10.3389/fimmu.2018.00339.
17. Han B, Dong L, Zhou J, Yang Y, Guo J, Xuan Q, Gao K, Xu Z, Lei W, Wang J, Zhang Q. The Сlinical Implication of Soluble PD-L1 (sPD-L1) in Patients with Breast Cancer and its Biological Function in Regulating the Function of T Lymphocyte. Cancer Immunology, Immunotherapy. 2021. No.70. P.2893-2909. DOI: 10.1007/s00262-021-02898-4.
18. Соколова А.С., Ахмадуллина Ю.Р. Оценка кинетики пролиферации ФГА-стимулированных in vitro лимфоцитов у хронически облученных людей // Вестник Совета молодых учёных и специалистов Челябинской области. 2016. Т.5. №4(15). С. 46-49.
19. Zhou Y, Leng X, Mo C, Zou Q, Liu Y, Wang Y. The P53 Effector Perp Mediates the Persistence of CD4+ Effector Memory T Cell Undergoing Lymphopenia-Induced Proliferation. Immunology Letters. 2020. No.224. P.14-20. DOI: 10.1016/j.imlet.2020.05.001.
20. Ellestad KK, Anderson CC. Two Strikes and You’re Out? The Pathogenic Interplay of Coinhibitor Deficiency and Lymphopenia-Induced Proliferation. Journal of Immunology. 2017. V.198. No.7. P.2534-2541. DOI: https://doi.org/10.4049/jimmunol.1601884.
21. Kim HK, Waickman AT, Castro E, Flomerfelt FA, Hawk NV, Kapoor V, Telford WG, Gress RE. Distinct IL-7 Signaling in Recent Thymic Emigrants Versus Mature Naive T Cells Controls T Cell Homeostasis. European Journal of Immunology. 2016. V.46. No.7. P.1669-1680. DOI: 10.1002/eji.201546214.
22. Markwart R, Condotta SA, Requardt RP, Borken F, Schubert K, Weigel C, Bauer M, Griffith TS, Förster M, Brunkhorst FM, Badovinac VP, Rubio I. Immunosuppression After Sepsis: Systemic Inflammation and Sepsis Induce a Loss of Naive T Cells but no Enduring Cell-Autonomous Defects in T Cell Function. PLoS One. 2014. V.9. No.12. e115094. Available at: https:///www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4277344/ (Accessed 30 April 2024). DOI: 10.1371/journal. pone.0115094.
23. Патракеева В.П. Цитокиновая регуляция пролиферативной активности клеток периферической крови // Экология человека. 2015. №12. С. 28–33.
24. Raué HP, Beadling C, Haun J, Slifka MK. Cytokine-Mediated Programmed Proliferation of Virus-Specific CD8(+) Memory T Cells. Immunity. 2013. V.38. No.1. P.131-139. DOI: 10.1016/j.immuni.2012.09.019.
25. Салеева Д.В., Рождественский Л.М., Раева Н.Ф., Воробьева Е.С., Засухина Г.Д. Механизмы противоопухолевого действия малых доз радиации, связанные с активацией защитных систем клетки // Медицинская радиология и радиационная безопасность. 2023. Т. 68. №1. С. 15-18. DOI: 10.33266/1024-6177-2023-68-1-15-18.
26. Bertucci A, Wilkins RC, Lachapelle S, Turner HC, Brenner DJ, Garty G. Comparison of Isolated Lymphocyte and Whole Blood-Based CBMN Assays for Radiation Triage. Cytogenetic and Genome Research. 2024. V.163. No.3-4. P.110-120. DOI: 10.1159/000533488
27. Garty G, Royba E, Repin M, Shuryak I, Deoli N, Obaid R, Turner HC, Brenner DJ. Sex and Dose Rate Effects in Automated Cytogenetics. Radiation Protection Dosimetry. 2023. V.199. No.14. P.1495-1500. DOI: 10.1093/rpd/ncac286.
28. Royba E, Repin M, Balajee AS, Shuryak I, Pampou S, Karan C, Wang YF, Lemus OD, Obaid R, Deoli N, Wuu CS, Brenner DJ, Garty G. Validation of a High-Throughput Dicentric Chromosome Assay Using Complex Radiation Exposures. Radiation Research. 2023. V.199. No.1. P.1-16. DOI: 10.1667/RADE-22-00007.1.
29. Herrera FG, Romero P, Coukos G. Lighting up the Tumor Fire with Low-Dose Irradiation. Trends in Immunology. 2022. V.43(3):173-179. DOI: 10.1016/j.it.2022.01.006.
30. Rusin M, Ghobrial N, Takacs E, Willey JS, Dean D. Changes in Ionizing Radiation Dose Rate Affect Cell Cycle Progression in Adipose Derived Stem Cells. PLoS One. 2021. V.16. No.4. e0250160. Available at: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC8078807/ (Accessed 30 April 2024). DOI: 10.1371/journal.pone.0250160.
31. Никитина В.А., Астрелина Т.А., Нугис В.Ю., Кобзева И.В., Ломоносова Е.Е., Сучкова Ю.Б., Маливанова Т.Ф., Брунчуков В.А., Усупжанова Д.Ю., Брумберг В.А., Расторгуева А.А., Добровольская Е.И., Карасева Т.В., Козлова М.Г., Пустовалова М.В., Чигасова А.К., Воробьева Н.Ю., Осипов А.Н., Самойлов А.С. Цитогенетический анализ клеточной линии мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток человека при длительном культивировании после воздействия рентгеновского излучения в малых и средних дозах // Медицинская радиология и радиационная безопасность. 2023. Т. 68. № 1. С. 5–14. DOI: 10.33266/1024-6177-2023-68-1-5-14.
32. Palacio L, Goyer ML, Maggiorani D, Espinosa A, Villeneuve N, Bourbonnais S, Moquin-Beaudry G, Le O, Demaria M, Davalos AR, Decaluwe H, Beauséjour C. Restored Immune Cell Functions upon Clearance of Senescence in the Irradiated Splenic Environment. Aging Cell. 2019. V.18. No.4. e12971. Available at: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC6612633/ (Accessed 30 April 2024). DOI: 10.1111/acel.12971.
33. Khan AUH, Blimkie M, Yang DS, Serran M, Pack T, Wu J, Kang J-Y, Laakso H, Lee S-H, Le Y. Effects of Chronic Low-Dose Internal Radiation on Immune-Stimulatory Responses in Mice. International Journal of Molecular Sciences. 2021. No.22 P.7303. Available at: https:// www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC8306076/ Accessed 30 April 2024. DOI: 10.3390/ijms22147303.
34. Sowemimo-Coker SO, Fast LD. Effects of Hypoxic Storage on the Efficacy of Gamma Irradiation in Abrogating Lymphocyte Proliferation and on the Quality of Gamma-Irradiated Red Blood Cells in Additive Solution 3. Transfusion. 2021. V.61. No.12. P.3443-3454. DOI: 10.1111/trf.16683.
35. Wang Q, Li S, Qiao S, Zheng Z, Duan X, Zhu X. Changes in T Lymphocyte Subsets in Different Tumors Before and After Radiotherapy: A Meta-analysis Frontiers in Immunology. 2021. No.12. P.648652. Available at: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC8242248/ Accessed 30 April 2024. DOI: 10.3389/fimmu.2021.648652.
36. Busato F, Khouzai BE, Mognato M. Biological Mechanisms to Reduce Radioresistance and Increase the Efficacy of Radiotherapy: State of the Art. International Journal of Molecular Sciences. 2022. No.23. P.10211. Available at: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC9499172/ (Accessed 30 April 2024). DOI: 10.3390/ijms231810211.
37. Duan WH, Jin LY, Cai ZC, Lim D, Feng ZH. 2-Hexyl-4-Pentylenic Acid (HPTA) Stimulates the Radiotherapy-Induced Abscopal Effect on Distal Tumor through Polarization of Tumor-associated Macrophages. Biomedical and Environmental Sciences. 2021. V.34. No.9. P.693-704. DOI: 10.3967/bes2021.097.
38. Алтухова Н.А. Клинико-лабораторные критерии ускорения темпов старения участников ликвидации последствий аварии на ЧАЭС: Автореф. дис. … канд. биол. наук. СПб., 2005. 24 с.
39. Маркина Т.Н., Аклеев А.В., Веремеева Г.А. Пролиферативная активность и клеточный цикл лимфоцитов периферической крови (ЛПК) человека в отдалённые сроки после хронического радиационного воздействия // Радиация и риск. 2011. Т.20. № 1. C. 50-58.
40. Аклеев А.А., Блинова Е.А., Долгушин И.И. Митотическая активность лимфоцитов и иммунный статус человека в отдалённые сроки после хронического радиационного воздействия // Иммунология. 2018. Т.39. №4. С. 202-207. DOI: 10.18821/0206-4952-2018-39-4-202-207.
41. Faivre L, Lecouflet L, Liu W-Q, Khadher I, Lahaie C, Vidal M, Legouvello S, Beaumont J-L, Bierling P, Rouard H, Birebent B. Quality Control of Extracorporeal Photochemotherapy: Proliferation Assay Using CFSE Validated According to ISO 15189:2007 Standards. Cytometry: Part B. 2015. V.88. B. P.30-39. DOI: 10.1002/cytob.21188.
42. Elias G, Ogunjimi B, Van Tendeloo V. Tracking Dye-Independent Approach to Identify and Isolate in vitro Expanded T Cells. Cytometry: Part A. 2019. V.95. No.10. P.1096-1107. DOI: 10.1002/cyto.a.23867.
43. Frahm SO, Zott B, Dworeck C, Steinmann J, Neppert J, Parwaresch R. Improved ELISA Proliferation Assay (EPA) for the Detection of in Vitro Cell Proliferation by a New Ki-67-Antigen Directed Monoclonal Antibody (Ki-S3). Journal of Immunological Methods. 1998. V.211. No.1-2. P.43-50. DOI: 10.1016/s0022-1759(97)00175-0.
44. Булычева Т.И., Дейнеко Н.Л., Григорьев А.А. Иммуногистохимическая оценка стимуляции лимфоцитов фитогемагглютинином реакции бласттрансформации лимфоцитов с моноклональными антителами Ki-67 // Kлиническая лабораторная диагностика. 2014. Т.59. №7. С. 51-54.
45. Frahm SO, Rudolph P, Dworeck C, Zott B, Heidebrecht H, Steinmann J, Neppert J, Parwaresch R. Immunoenzymatic Detection of the New Proliferation Associated Protein P100 by Means of a Cellular ELISA: Specific Detection of Cells in Cell Cycle Phases S, G2 and M. Journal of Immunological Methods. 1999. V.223. No.2. P.147-153. DOI: 10.1016/s0022-1759(98)00217-8.
46. Малышева М.В., Моралева А.А., Дейнеко Н.Л., Булычева Т.И., Зацепина О.В. Сравнительный анализ экспрессии ключевых белков ядрышка в лимфоцитах периферической крови здоровых доноров, активированных к пролиферации in vitro // Иммунология. 2010. Т.31. № 1. С. 13-17.
47. Чулкина М.М., Трофимов Д.Ю., Кофиади И.А., Алексеев Л.П., Савилова А.М. Комплексный анализ кинетики экспрессии мРНК цитокинов в реакции бластной трансформации с митогеном КонА // Иммунология. 2014. Т.36. №6. С. 306-312.
48. Vosoughi H, Azimian H, Khademi S, Rezaei AR, Najafi-Amiri M, Vaziri-Nezamdoost F, Bahreyni-Toossi MT. PHA Stimulation May Be Useful for FDXR Gene Expression-Based Biodosimetry. Iranian Journal of Basic Medical Sciences. 2020. No.23. P.449-453. DOI: 10.22038/ijbms.2020.42350.9997.
49. Schüle S, Hackenbroch C, Beer M, Muhtadi R, Hermann C, Stewart S, Schwanke D, Ostheim P, Port M, Scherthan H, Abend M. Ex-Vivo Dose Response Characterization of the Recently Identified EDA2R Gene after Low Level Radiation Exposures and Comparison with FDXR Gene Expression and the γH2AX Focus Assay. International Journal of Radiation Biology. 2023. V.99. No.10. P.1584-1594. DOI: 10.1080/09553002.2023.
2194402.
50. Кудрявцев И.В., Зурочка А.В., Хайдуков С.В., Черешнев В.А. Применение метода проточной цитофлуориметрии для оценки пролиферативной активности клеток в медико-биологических исследованиях // Российский иммунологический журнал. 2012. Т.6(14), №3(1).
С. 21-40.
51. Schwab L, Michel G, Bein G, Hackstein H. CD71 Surface Analysis of T Cells: a Simple Alternative for Extracorporeal Photopheresis Quality Control. Vox Sang. 2020. V.115. No.1. P.81-93. DOI: 10.1111/vox.12850.
52. Younes SA, Talla A, Pereira Ribeiro S, Saidakova EV, Korolevskaya LB, Shmagel KV, Shive CL, Freeman ML, Panigrahi S, Zweig S, Balderas R, Margolis L, Douek DC, Anthony DD, Pandiyan P, Cameron M, Sieg SF, Calabrese LH, Rodriguez B, Lederman MM. Cycling CD4+ T Сells in HIV Infected Immune Nonresponders Have Mitochondrial Dysfunction. Journal of Clinical Investigation. 2018. V.128. No.11. P.5083-5094. DOI: 10.1172/JCI120245.
53. Марченко Д.М., Сайдакова Е.В. Новые маркеры для исследования пролиферации Т-лимфоцитов человека // Вестник Пермского университета. Сер. Биология. 2021. №4. С. 316-323. DOI: 10.17072/1994-9952-2021-4-316-323.
PDF (RUS) Полная версия статьи
Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Финансирование. Научно-исследовательская работа выполнена в рамках государственного контракта ФМБА России по теме «Оценка медико-биологических эффектов хронического радиационного воздействия и механизмов их развития для оптимизации методологий раннего выявления последствий облучения» (Иммуногемопоэз-24).
Участие авторов. Все авторы подтверждают соответствие своего авторства международным критериям ICMJE. Кодинцева Е.А. – разработала концепцию статьи, подготовила первый вариант документа, прочитала и согласовала последний вариант рукописи. Аклеев А.А. – разработал концепцию статьи, выполнил научное редактирование, прочитал и утвердил последний вариант рукописи.
Поступила: 20.05.2024. Принята к публикации: 25.06.2024.